Untersuchung der Eigenschaften von Bakterien aus dem Boden

Versuchsmaterialien:

	10-20g Erde verschiedener Herkunft (z.B. Komposterde, Sand und Lehm)
	pro Bodenart einen 100ml Erlenmeyerkolben und jeweils ein großes und zwei normale Reagenzgläser
	steriles Wasser
	Parafilm
	Impföse (wenn nicht vorhanden, kann auch eine sterile Glaspipette benutzt werden)
	Bunsenbrenner zum Sterilisieren und Erhitzen
	pro Bodenart jeweils vier Stärke- und vier Gelatineplatten
	Brutschrank

Versuchsdurchführung:

Die Erdproben werden in die sterilen Erlenmeyerkolben gegeben und mit etwa der gleichen Menge sterilen Wassers versetzt. Nun werden die Kolben mit Parafilm verschlossen und etwa 10 min. lang geschüttelt.

Läßt man nach dem Schütteln die Suspension einen Moment stehen, so setzen sich die festen Partikel im Glas unten ab. Der trübe Überstand wird nun in das große, sterile Reagenzglas gegeben (am besten vorsichtig mit einer Pipette entnehmen, damit möglichst wenig feste Bestandteile mit hineingelangen).

Nun werden jeweils zwei Verdünnungen vorgenommen (1:10 und 1:1000).

Es sollen von jeder Bodenprobe und jeweils beiden Verdünnungen 0,05 ml Suspension auf je eine Stärke- und eine Gelatineplatte aufgetragen und mit einem abgeflammten und nachträglich erkalteten Drigalski-Spatel verstrichen werden.

Die verbliebenen Inhalte der großen Reagenzgläser werden nun 10 min. im Wasserbad gekocht. Nach dem Abkochen werden auch hier die Verdünnungen 1:10 und 1:1000 vorgenommen und auf die zwei verschiedenen Agar-Typen gegeben.

Alle Platten mit den angelegten Kulturen kommen nun für etwa 24 h in den Brutschrank.

 

Erwartete Ergebnisse:

Auf den Platten mit den nicht erhitzten Bodenproben werden verschiedenste Bakterienkolonien zu finden sein, die man aufgrund verschiedener Farbe, Größe und Form unterscheiden kann. Das folgende Buch hilft bei der Bestimmung:

"Hans-Udo Graf, Ulrike Graf, Mikrobiologie und Biotechnologie. Schroedel 1992".

Das häufigste Bodenbakterium Bacillus subtilis kann man durch eine besondere Eigenschaft leicht ausfindig machen. Die "Bacillus subtilis"-Kolonien haben die Fähigkeit Stärke abzubauen. Die Stärke auf den Stärkenährplatten wird rund um die Kolonie durch das Enzym Amylase zu Glucose hydrolysiert. Man muß also nach dem Bebrüten die Stärkeplatten nur mit einer Jod-Jodkaliumlösung (Stärkenachweis) entwickeln. Die Platten müßten dann blau werden, bis auf Höfe um die Amylaseproduzenten herum.

Bacillus subtilis kann in Form hitzestabiler Sporen vorliegen und müßte demnach auch auf Platten mit zuvor erhitzten Bodenproben zu finden sein.

Als kleine Schwierigkeit erweist sich die Dauer der Bebrütung. Oft kommt es aufgrund zu langer Bebrütung zu einem starken Wachstum von Schimmelpilzen, deren Sporen überall im Boden verbreitet sind. Diese überwachsen dann auf den Nährplatten die einzelnen Bakterienkolonien und sind für die Untersuchung der verschiedenen Bodenbakterien nicht mehr geeignet. Man müßte den Versuch in diesem Fall noch einmal wiederholen und die Bebrütungsdauer dementsprechend verkürzen.

Will man die Platten zum Beispiel bis zur nächsten Unterrichtsstunde aufheben, so legt man diese nach abgeschlossener Bebrütungsdauer in den Kühlschrank. Bei Kühlung wird das Wachstum von Schimmelpilzen und auch Bakterienkolonien gehemmt.

Beschaffung der Versuchsmaterialien:

Der Brutschrank

In der Schule können Versuche mit Krankheitserregern aus begreiflichen Gründen nicht durchgeführt werden.

Daher entfällt auch die Notwendigkeit, die dafür unbedingt notwendigen Bruttemperaturen (36°C) konstant einzuhalten.

Die meisten ungefährlichen Bakterienarten entwickeln sich ihrem Lebensraum gemäß schon gut bei Zimmertemperatur. Allerdings bleiben die gezüchteten Kolonien kleiner und wachsen langsamer.

Wenn man nur kurze Zeit für die Entwicklung der Kolonien hat, so sollte man diese ebenfalls bei ca. 36°C in einem Brutschrank ca.24h bebrüten.

Hier muß die Temperatur nicht so konstant gehalten werden (allerdings nicht über 37°C).

Darum kommt man auch gut, soweit kein anderer vorhanden, mit einem selbstgebauten Brutschrank aus, der mit einfachen Mitteln schnell hergestellt ist. Eine Bauanleitung ist in folgendem Buch nachzulesen:

"Dr. Kurt Freytag, Schulversuche zur Bakteriologie, Seite 10-11. Aulis Verlag, Köln 1968."

 

Herstellen von Nährböden (Agar-Platten)

Mikroorganismen vermehren sich sehr gut auf künstlichen Nährböden, die alle für sie notwendigen Stoffe enthalten. Die Zusammensetzung der Nährböden richtet sich nach den Ansprüchen der jeweiligen Mikroorganismen. Die sogenannten festen Nährböden, die in Petrischalen

gegossen werden, enthalten zusätzlich den gelierenden Stoff Agar-Agar, der aus bestimmten Rotalgen gewonnen wird.

Es gibt die Möglichkeit, die Nährböden selbst herzustellen. Dazu eignen sich die Rezepte aus folgendem Buch auf folgenden Seiten:

"Dr. Kurt Freytag, Schulversuche zur Bakteriologie, Seite 26-27. Aulis Verlag, Köln 1968."

Für unseren Versuch eignet sich aber auch ein Fertignährboden in Pulverform für festen Nährboden, der mit Stärke bzw. mit Gelatine versetzt wird.

 

Material: 1 Becherglas (500 ml), 1 Erlenmeyerkolben (500 ml), 1 Glasstab, 1 Zellstoffstopfen, 1 Spatel oder Löffel, Trockennährboden, destilliertes Wasser, Alufolie.

Vorarbeiten: Die Glasgeräte und der Spatel bzw.Löffel müssen sauber mit heißem Wasser abgewaschen werden.

Durchführung: 1. Die für 300 ml Nährlösung (15-20 Nährböden) notwendige Menge Trockennährboden wird abgewogen.

2. In ein sauberes Becherglas werden 150 ml destilliertes Wasser gegeben.

3. Zu dieser Wassermenge wird der abgewogene Trockennährboden gegeben und mit einem sauberen Glasstab verrührt.

4. Das Becherglas wird auf 300 ml mit destilliertem Wasser aufgefüllt und der Inhalt erneut sorgfältig durchgerührt.

5. Der Inhalt des Becherglases wird in einen sauberen Erlenmeyerkolben gefüllt.

6. Der Erlenmeyerkolben wird mit einem Zellstopfen verschlossen. Darüber kommt eine Haube aus Alufolie.

7. In einem Schnellkochtopf (ein Autoklav ist bei Gelatinenährboden ungeeignet) wird der Erlenmeyerkolben mit Inhalt sterilisiert. Beim Schnellkochtopf muß bei 117°C und einem Druck von 1,2bar ca. 2 x 30 min. zum Sterilisieren gekocht werden. Der Erlenmeyerkolben darf dabei den Boden des Topfes nicht berühren (am besten auf einen siebförmigen Einsatz stellen und unbedingt daran denken, 1/4-1/2 l Wasser, welches zur Dampfbildung im Topf wichtig ist, einzufüllen).

8. Nach der Sterilisation muß der noch flüssige Nährboden auf ca. 50°C abkühlen.

Danach kann er in die Petrischalen gefüllt werden und bei Zimmertemperatur erstarren.

Wichtig ist, daß die Petrischalen mit dem erkalteten Nähragar immer verkehrtherum also auf dem Deckel stehen. Dadurch wird vermieden, daß das beim Bebrüten mitunter sich bildende Kondenswasser auf den beimpften Nährboden tropft.